从大体标本上切除适量的组织材料进行研究就是取材。取材不仅在免疫组化而且在常规病理检查中也十分重要。用于免疫组化的组织一般取材大小为1．OcmXl．OcmX0．2cra。取材时应剔除脂肪和钙化，否则会影响切片，出现假阳性或假阴性结果。
组织标本包括动物标本、手术活检标本、尸体解剖标本及细胞标本等，有关各种标本的取材方法分述如下。
一、动物的致及取材
(一)致
(1)空气栓塞法 向动物静脉内注入一定量的空气，使动物很快死亡。一般适用大动物，例如兔、犬、猫等动物。
(2)麻醉法 可将浸有乙醚或氯仿()的棉球连同动物一起放人密闭容器内进行麻醉，也可用4％作静脉注射，或用20％氨基甲酸乙酯做腹腔注射。适用于鼠等小动物。
(3)断头法 用剪刀剪去动物的头部，待血液流出后立即取材。适用于小动物。
(4)去头法 用重物猛击头后部或将动物头后部猛撞桌沿。
(5)股动脉放血法 动物麻醉后，切开股动脉放血致死。
(二)取材注意事项
(1)最好在动物心脏还在跳动时立即取材，并迅速投入环保组织固定液内。脏器的上皮组织易变质，争取在死后半小时内取材完毕，否则免疫组化染时会产生背景染。
(2)切取组织使用的刀、剪要求锋利，避免来回挫动组织。因动物组织质脆，因此夹取组织时切勿 用力过重，以免挤压损伤组织。
二、尸体解剖的取材
尸体解剖的取材应根据实际需要进行，一般取材部位和数量如下。
(1)心和大血管 右心室一块，左心室一块，主动脉一块，取材部位可在距主动脉瓣5cm处。
(2)肺 右下叶一块，切成正方形；左下叶一块，可切成长方形。
(3)肝 右叶一块，切成正方形；左叶一块，切成长方形。
(3)脾 一块。
(4)胰一块操 一块。
(6)肾 两肾各一块，包括皮质、髓质和肾盂。右肾一块切成正方形，左肾一块切成长
(7)膀胱 一块。
(8)肾上腺 左、右各取一块。
(9)消化道 食管一块，胃窦部一块，小肠一块，淋巴结一块，直肠一块。
(10)骨 脊椎骨一块。
(11)胸腺 一块。
(12)子宫 宫颈和宫体数块。
(13)睾丸或卵巢 各一块。
(14)脑 左侧运动区一块，左侧豆状核一块，小脑一块。
(15)脑下垂体 一块，前叶或包括前后叶。
如有较严重或复杂病变时应适当增加取材数量，以便彻底检查而作出正确诊断。
三、活检标本的取材
(一)常规活检标本的取材
应注意病变的部位、形状、大小、颜以及与周围组织的界限，有无完整的包膜。取材时应取病变部位、病变的切缘、病变与正常组织交界处以及远离病灶的正常组织。取材用的刀剪应锋利，避免挤压组织；组织的切面应平整，组织切忌过大、过厚，否则不仅浪费试剂，而且会造成固定、脱水不良而影响镜下观察。
(二)肾穿刺标本的取材
进行穿刺取得组织后，立即用生理盐水或PBS冲洗数次去除血迹，并迅速判断所穿组织是否为肾组织(肾组织应为暗红)。当确定为肾组织后，立即将组织置于木板上，迅速测量其长度；用解剖显微镜或放大镜进行观察，以区别皮质和髓质，并观察标本是否有肾小球。在解剖显微镜下，肾皮质较淡，皮质区可见一些分布不规则、朦胧的红小点，此即为肾小球。使用解剖显微镜可帮助区别组织，作出准确的判断，使肾活检可靠。穿刺所取得的标本用手术刀片切开，并迅速固定，一半放人装有光镜固定液的青霉素小瓶内，另一半放人装有电镜固定液的小瓶内，均置于冰瓶内保存。
(三)小标本的活检取材
小标本常见为宫颈、宫内膜、鼻咽、口腔、喉以及各种内窥镜所取得的组织。它们体积较小，因此取材时要用擦镜纸包起来再进行固定、脱水，特别是由胃镜、肠镜等所取的组织，取材时一定要滴上伊红，以防止丢失。活检组织多用活检钳夹取，常因过度挤压而变形。病灶表面有出血坏死，活检时难于采取到深部组织。因此，活检钳的刀口必须锋利，活检时必须采取主要病灶区，尽量避开坏死区。
免疫组化组织细胞的固定
凡需进行病理研究的标本均需进行固定。将组织置于某些化学试剂中，使细胞内的物质免疫组织化学实验技术及应用尽量接近于其生活状态时的形态结构和位置称为固定。而用于免疫组化研究标本的固定不仅是使细胞内的蛋白质凝固，终止或减少外源性和内源性细胞内分解酶的反应，防止组织细胞自溶，更重要的是保存组织或细胞内的抗原性，使抗原不失活，不发生弥散。
不同的抗原，其抗原稳定性不同，依抗原耐受固定液的程度可分为：①不稳定性抗原，如T淋巴细胞表面抗原属此类抗原，一般以冰冻切片进行免疫组化染；②半稳定性抗原，如B淋巴细胞的胞浆免疫球蛋白等；③较稳定抗原，例如HBsAg、HBcAg、AFP、CEA、S—100、Keratin和部分多肽类激素等，其抗原性受固定剂种类、固定时间、温度等影响不大。
固定剂的种类很多，性能不一，因此固定不同的组织应选择合适的固定剂，特别是标记半稳定抗原时，更要选择合适的固定剂和固定条件。
一、固定液的种类
较好的固定液应具有强渗透力，能迅速渗入至组织内部；其次不会使组织发生过度收缩变形，并能使组织内易观察的成分得以凝固为不溶性物质；还要使组织达到一定硬度，有较好的折光率。固定液分为简单固定液和混合固定液。 因目前大多数固定液都是有毒有机溶剂组成，欧美国家已不再使用，基本由环保组织固定液替代。西奈山环保组织固定液由植物多糖、乙醇、醋组成，固定效果明显优于常规甲醛。
二、固定的方法
1．浸泡法
这是最常用的固定法，将取好的组织直接浸泡在固定液中，固定的时间一般在2～24h它适用于动物标本、尸检标本及临床活检标本等。
2．蒸气法
比较小而薄的标本可用锇酸或甲醛蒸气固定。主要用于血液、细胞涂片以及某些薄膜组织的固定。具体方法：在一有盖培养皿内滴人1％一2％锇酸水溶液3滴，将涂片放人其中，固定30s至lmin左右，立即水洗后进行染。
3.注射、灌注固定法
主要适用于动物实验标本的固定。将固定液注入血管，以达到充分的固定。经血管分支到达整个组织或全身
(1)局部灌注固定 固定肺组织可将固定液从气管或支气管注入，注入速度不要太快，用力均匀，注入量适当，以免胀破肺泡。固定眼球组织可从眼后房注人固定液。固定肝、肾组织则可从肝、肾动脉注入固定液，同时切断其静脉使得血液排出。脑组织的固定，必须先麻醉动物，分离颈动脉，注射器的针尖向着头部的方向注入固定液。
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